Introducción
México
es el país que alberga el mayor número
de especies de cactáceas en el mundo. Están presentes en las actividades de
comunidades aisladas como parte de su alimentación, forraje para ganado,
remedios caseros, combustible, ornamentación y cercado de viviendas. En las
últimas décadas la amenaza de extinción sobre algunas cactáceas se ha
incrementado debido a su recolección excesiva con fines ornamentales, demanda
en el uso del suelo, crecimiento en el área urbana y a las condiciones
climáticas adversas propias de las zonas áridas y semiáridas donde se
desarrollan.
El género Mammillaria es uno de los más diversos de la familia
Cactaceae, dentro de él se ubica Mammillaria luethyi, especie endémica
conocida solamente en su localidad tipo, en el Norte de Coahuila, de la que se
desconoce su distribución y dinámica poblacional, lo que la hace muy apreciada
por coleccionistas. Actualmente se propaga
por esquejes, pero su crecimiento es muy lento, razón por la cual es de
suma importancia propagarla in vitro de manera eficiente y rápida, lo
que permitiría satisfacer las demandas del mercado y asegurar su conservación. Clayton
et al. (1990); Rublo et al.
(1993) y Smith et al. (1991),
mencionan que el cultivo in vitro es un método potencial para la
conservación de especies raras o en peligro de extinción, por su parte Malda, et
al. (1999) indican que las cactáceas
poseen un metabolismo ácido crasuláceo (plantas MAC), que tienen capacidad
reproductiva limitada y tasas de crecimiento muy lento. Al comparar tasas de
crecimiento de cultivo in vitro y ex vitro es evidente que in vitro se acelera notablemente su
velocidad de crecimiento, además permite su
multiplicación, generando una gran cantidad de individuos a partir de la
planta madre. Por lo anterior el objetivo del presente trabajo fue la propagación
in vitro de M. luethyi, probando para ello el efecto de dos medios nutritivos con diferentes concentraciones de reguladores de crecimiento (auxinas y
citocininas), para inducir la formación de brotes a partir de callo.
Metodología
experimental
El trabajo se llevó a cabo en el
Laboratorio de Cultivo de Tejidos Vegetales del Departamento de
Fitomejoramiento de la Universidad Autónoma Agraria Antonio Narro y en el
invernadero del Museo del Desierto cuyo procedimiento experimental se describe
a continuación:
Establecimiento
del cultivo aséptico y formación de callo de Mammillaria luethyi
Las plantas madres fueron establecidas
en el invernadero y tratadas cada quince
días con tectol (1 mgL-1) durante 3 meses, luego fueron trasladadas
al laboratorio, donde bajo condiciones de asepsia absoluta, se tomaron de su
base 20 tubérculos, que constituyeron
los explantes primarios. El proceso para lograr su desinfección consistió en
sumergir los tubérculos en kanamicina (50 mgL-1) y tectol (100 mgL-1
) durante 5 minutos. Posteriormente se enjuagaron por un minuto tres veces con
agua destilada estéril. Los explantes primarios se colocaron en frascos gerber
con medio nutritivo de Murashige y Skoog
(MS) y se llevaron al cuarto de incubación. A las cuatro semanas se
transfirieron a medio nuevo. Finalmente los explantes fueron colocados, para la
producción de callo, en medio MS suplementado con 85 mgL-1 NaH2PO4, 250 mgL-1
de myo-inositol, 1 mgL-1 de tiamina-HCL, 1 mgL-1 de
piridoxina-HCL, 30 gL-1 de sacarosa, 3 mgL-1 de 2,4-D y 9
gL-1 de agar; ajustado a un pH de 5.8. El callo que creció a las 4
semanas fue subcultivado por 3 ocasiones en el mismo medio y mantenido en el
cuarto de incubación con temperatura de 24 ± 1°C y fotoperíodo de 16 horas.
Micropropagación
de brotes a partir de callos de Mammillaria
luethyi
Para la formación de brotes se partió
de callos, que bajo condiciones de esterilidad total, se seccionaron en piezas
de aproximadamente 3 mm3 y fueron sembrados en frascos con medio
nutritivo. Se estableció cada tratamiento con cuatro repeticiones, cada
repetición constó de un frasco gerber con cuatro piezas de callo, que
conformaron un total de 48 tratamientos procedentes de la combinación de tres
factores, el primero de ellos, Factor A, correspondió a medios nutritivos,
Murashige and Skoog (MS) y PCL2; el segundo, Factor B, a tipos de citocininas,
bencilaminopurina (BAP) y kinetina (K) a concentraciones de 0.0, 1, 3 y 10 mgL-1
y el tercero, Factor C, a concentraciones de ácido naftalenacético (ANA) (0.0,
0.1 y 1.0 mgL-1).
Todos los medios nutritivos fueron suplementados con 100 mgL-1 de
myo-inositol, 1 mgL-1 de tiamina-HCL, 1 mgL-1 de
piridoxina-HCL, 20 gL-1 de sacarosa y 9 gL-1 de agar;
ajustado a un pH de 5.8. Los frascos finalmente fueron trasladados al cuarto de
incubación con fotoperíodo de 16 horas luz, a temperatura de 24 ± 1°C. El número de brotes conformados en
cada tratamiento se registró a las doce semanas de desarrollo. El experimento
se estableció bajo
un diseño completamente al azar con arreglo factorial y se realizaron
pruebas de rango múltiple de Duncan para encontrar la diferencia entre
tratamientos con un nivel de significancia del 5%.
Resultados y discusión
Los resultados obtenidos indicaron que
de los factores evaluados, el único que logró la producción de brotes de M. luethyi fue el Factor C, que
corresponde a tipos y concentraciones de citocininas, encontrándose que los
tratamientos que produjeron la mayor cantidad de brotes por explante 2.16, 1.83
y 1.58 correspondieron a los tratamientos que contenían 1 mg/l BAP, 3 mgL-1
BAP y 1 mgL-1 K respectivamente, mientras que los tratamientos que
contenían altas concentraciones de citocininas produjeron callo friable. El
efecto de BAP y K solos, favoreció la expresión morfogenética para la
producción de brotes. La escasa respuesta por parte de las secciones de callo a
la adición de 3 concentraciones de auxina, en este caso ANA (0.0, 0.1 y 1.0 mgL-1),
Factor C, indicó que la cantidad requerida para que se conformaran los brotes
la sintetizó el explante en forma endógena, por lo que no fue necesaria su
presencia. Los resultados no concuerdan con lo
reportado por Clayton et al. (1990) al micropropagar 11 especies de cactáceas, entre ellas una del género Mammillaria, por Martínez y Rublo (1989) que lograron la
propagación in vitro de Mammillaria san-angelensis y por
Rodríguez y Rublo (1992) que micropropagaron Aztekium ritteri quienes
requirieron la adición de citocininas y auxinas a diferentes concentraciones en
los medios nutritivos que utilizaron para la proliferación de brotes.
En lo que respecta al
Factor A, medios nutritivos, no se encontró diferencia entre ellos en cuanto a número de brotes,
pero el medio PCL2 resultó ser cualitativamente mejor. Resultados similares se reportan en otros
trabajos realizados como el de Clayton et al. (1990) con cactáceas
y Phillips y Collins (1979) en otras especies de plantas,
en donde se reporta como mejor medio el medio PCL2, que difiere del medio MS
por contar con concentraciones mayores de Magnesio, Calcio y Sodio. En la
Figura 1 se muestra una plántula de M.luethyi desarrollándose en un
medio nutritivo PCL2 con 1 mgL-1de BAP.
Figura
1.- Plántula de Mammillaria luethyi en medio
de cultivo PCL2 con 1 mgL-1 de BAP
Conclusiones
La regeneración de
brotes se logró a partir de callo, encontrándose la mayor cantidad de brotes a
concentraciones de 1 mg/l BAP, 3 mgL-1
BAP y 1 mgL-1 de K. No se requirió la presencia de auxina en la
producción de brotes. Los medios nutritivos MS y PCL2 produjeron el mismo
número de brotes pero de mejor calidad en PCL2.
De acuerdo con diferentes investigaciones, se descubrió que las plantas de cactus tiene propiedades para reducir la glucemia. Por ello, si sufres de diabetes, en el cactus puedes encontrar un remedio natural contra dicha enfermedad. En el mundo hay más de 220 millones de personas con diabetes, de los cuales muchos de ellos no lo saben aún. Si bien los tratamientos convencionales a base de medicamentos y dieta son indispensables, los remedios naturales pueden complementar y coadyuvarlos. Según diversas investigaciones el cactus, también conocido como tuna o nopal es uno de estos remedios naturales que puedes echar mano contra la diabetes, especialmente del tipo 2 o insulino no dependiente.
La palabra carmín designa a la vez a un matiz de color y un producto colorante. Se llama en efecto comúnmente carmín a un colorante rojo natural que se extrae de la hembra de la cochinilla Coccus Cacti, insecto que vive en las ramas de los cactus, particularmente en el Opuntia Coccinilifera principalmente en Perú y también en las Islas Canarias (España).Este colorante se usa desde la antigüedad en tejidos, vinagres, alcoholes, productos cárnicos y más recientemente se usa en los productos cosméticos. Las cochinillas seleccionadas y secadas son trituradas. Se realiza entonces la extracción que consiste en la separación de residuos anatómicos que no contienen carmín de aquellos que lo contienen. La fracción colorante está obtenida principalmente en los huevos de la cochinilla fecundada.El triturado se sitúa en unos tanques de solución acuosa y es calentado a temperatura a una alta temperatura. Se puede realizar una segunda extracción del triturado para lograr extraer toda la materia colorante. La solución recogida tras una filtración sufrirá entonces una operación que se conoce como la caje, que consiste, con la ayuda de un solvente adecuado, en hacer precipitar el carmín al fondo de la solución. Después de la decantación al solvente es eliminado y tras el secado final se obtiene el polvo de carmín de cochinilla de quien puede ahora extraerse por destilación el ácido carmínico C22H20O13El poder colorante de un carmín cochinilla se mide por la concentración de ácido carmínico y el precio pagado es directamente al % del ácido carmínico. 
